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小鼠羊膜間質分離自胎盤組織；胎盤（placenta）是哺乳動物妊娠期間由胚胎的胚膜和母體子宮內膜聯合長成的母子間交換物質的過渡性器官，由羊膜、葉狀絨毛膜和底蛻膜構成。胎兒在子宮中發育，依靠胎盤從母體取得營養，而雙方保持相當的獨立性。胎盤還產生多種維持妊娠的激素，是一個重要的內分泌器官。有些爬行類和魚類也以胎生方式繁殖后代，胚胎生長出一些輔助結構如卵黃囊、鰓絲等與母體組織緊密結合，以達到母子間物質的交換，這樣的結構稱假胎盤。羊膜是胎盤的最內層，與眼結膜組織結構相似，含有眼表上皮細胞，包括結膜細胞和角膜上皮細胞生長所需要的物質，其光滑，無血管、神經及淋巴，具有一定的彈性；在電鏡下，其分為五層：上皮層、基底膜、致密層、纖維母細胞層和海綿層，羊膜基底膜和羊膜羊膜基質層含有大量不同的膠元，主要為Ⅰ、Ⅲ、Ⅳ、Ⅴ、Ⅶ型膠原和纖維粘連蛋白、層粘連蛋白等成份。羊膜細胞主要由羊膜上皮細胞和羊膜間充質細胞組成，均具有多分化潛能，可轉化為神經元，且還有合成、釋放生物活性物質和神經營養因子的功能。
方法簡介：

公司實驗室分離的小鼠羊膜間質采用yi蛋白酶-膠原酶聯合消化法制備而來，細胞總量約為5×10?cells/瓶。
質量檢測：

公司實驗室分離的小鼠羊膜間質經Vimentin免疫熒光鑒定，純度可達90%以上，且不含有HIV-1、HBV、HCV、支原體、細菌、酵母和真菌等。

培養基 含FBS、生長添加劑、Penicillin、Streptomycin等

換液頻率 每2-3天換液一次

生長特性 貼壁

細胞形態 成纖維細胞樣

傳代特性 可傳3代左右

消化液 0.25%yi蛋白酶

培養條件 氣相：空氣，95%；CO2，5%

準備工作

1. 實驗器材準備：準備無菌的培養皿、培養瓶、移液管、離心管、手術器械等，并進行高壓滅菌或其他合適的消毒處理。

2. 試劑準備：配制或購買合適的培養基、消化酶（如、膠原酶等）、胎牛血清、雙抗等試劑，確保其無菌且在有效期內。

3. 實驗動物或組織來源準備：根據實驗需求，選擇合適的動物并進行相應的麻醉或處死，獲取所需組織；或從已有的組織樣本庫中獲取組織。

取材與處理

1. 取材：在無菌條件下，迅速取出目標組織，盡量減少對組織的損傷，并去除多余的脂肪、結締組織等非目的組織。

2. 清洗：將取出的組織用預冷的無菌PBS沖洗數次，以去除血液和雜質。

3. 剪切：將組織剪成約1 - 2mm3的小塊，以便后續消化。

細胞分離

1. 消化：將剪碎的組織塊放入含有適量消化酶的離心管中，在37℃恒溫搖床或培養箱中消化一段時間。期間可輕輕搖晃離心管，使消化更均勻。

2. 終止消化：當組織塊大部分被消化成單細胞懸液或小細胞團時，加入含血清的培養基終止消化。

3. 過濾與離心：用細胞篩過濾細胞懸液，去除未消化的組織碎片，然后將濾液以適當的轉速離心，收集細胞沉淀。

細胞觀察與檢測

1. 日常觀察：每天用倒置顯微鏡觀察細胞的形態、生長狀態、密度等，記錄細胞的變化情況，如發現細胞污染或異常，及時采取相應措施。
2. 細胞計數與活力檢測：在需要時，可采用臺盼藍染色等方法對細胞進行計數和活力檢測，以了解細胞的生長情況和健康狀態。

一、取材與分離

1. 快速操作

- 組織取材后需立即處理，避免長時間暴露于室溫或非營養環境。

- 使用無菌 PBS 或生理鹽水沖洗組織，去除血液、雜質。

2. 消化酶選擇

- 根據組織類型選擇消化酶，避免過度消化導致細胞損傷。

- 消化時間需嚴格控制（通常 10-30 分鐘），可通過顯微鏡觀察細胞解離狀態。

二、培養條件優化

1. 培養基選擇

- 使用含血清或特定生長因子的培養基（如 DMEM、RPMI 1640 等），部分細胞需添加胰島素、EGF 等。

- 避免頻繁更換培養基品牌或批次，減少細胞適應壓力。

2. 貼壁與傳代

- 原代細胞貼壁能力較弱，可能需要包被培養皿（如膠原蛋白、多聚賴氨酸）。

- 傳代時密度建議控制在 70%-80%，過度匯合會導致接觸抑制和分化。

三、污染控制

1. 無菌操作

- 全程在超凈臺操作，使用一次性耗材，避免交叉污染。

- 培養基中可添加雙抗，但長期使用可能影響細胞活性。

2. 支原體檢測

- 定期檢測支原體污染（如 PCR 法），污染后需及時丟棄細胞。

四、狀態監控

1. 日常觀察

- 每天檢查細胞形態、密度及培養基顏色，及時更換培養基（通常每 2-3 天換液一次）。

- 異常形態（如細胞變圓、碎片增多）可能提示污染或營養不足。

2. 傳代與凍存

- 原代細胞分裂次數有限（一般 5-10 代），需及時凍存早期代次細胞。

- 凍存液建議使用 DMSO+血清（或專用凍存培養基），梯度降溫后液氮保存。